| Summary: | As células estromais mesenquimais (CMMs) se tornaram de grande interesse para a terapia celular devido ao seu potencial de se diferenciar e reconstituir tecidos especializados. Mais recentemente, este interesse tem aumentado significativamente devido à descoberta de que as CMMs são capazes de secretar uma infinidade de mediadores para estimular a regeneração in situ de tecidos lesados. Dessa forma, CMMs podem ser consideradas tanto como um produto terapêutico em si, quanto uma biofábrica de diversas proteínas relevantes do ponto de vista terapêutico. Para atender a estas crescentes demandas, ambas as aplicações requerem o desenvolvimento de processos de expansão celular com alto rendimento, sob condições de cultivo definidas, reprodutíveis, escalonáveis, permitindo a obtenção de produtos com adequada identidade, potência, pureza, segurança e viáveis economicamente. Frente ao exposto, este trabalho teve como objetivos principais o estabelecimento de um processo de expansão de CMMs baseado em biorreatores e a caracterização do secretoma destas células visando aplicações terapêuticas. Para isto, a expansão de CMMs do cordão umbilical (MCUs) foi realizada em frascos multicamadas (MC) e nos biorreatores de leito fixo (LF), tanque agitado com microcarregadores (TA) e fibrasocas (FO). Os resultados mostraram que a taxa de proliferação específica das células foi maior (< tempo de duplicação) no biorreator de FO (36,8 ± 1,7 horas), bem como o fator de expansão (9,8 ± 1,0) e a eficiência na recuperação celular (100%). Um nível similar de produção celular foi observado para o TA, MC e LF com elevado fator de expansão celular (8,8 ± 0,39, 8,7 ± 0,90, 6,9 ± 1,3, respectivamente). No entanto, em termos de eficiência na recuperação celular (%), LF apresentou a menor taxa de recuperação dentre todos os sistemas (18% (± 0,77)), acompanhado pelo TA (61% (± 15,7)). As células mantiveram suas características imunofenotípicas e o potencial de diferenciação em adipócitos, osteócitos e condrócitos em todos os sistemas de cultivo avaliados. Foi também realizada a análise de custos (COG) e avaliação da viabilidade econômica para produção de CMMs visando tratamento da doença do enxerto contra o hospedeiro (DECH) em escala comercial, utilizando os sistemas de cultivo avaliados experimentalmente sob diferentes estratégias de reembolso. Apesar dos resultados experimentais satisfatórios para o biorreator FO, o COG revelou que este sistema tem o maior custo devido aos elevados custos dos consumíveis requeridos e do custo do equipamento. O frasco MC foi considerado como a tecnologia mais rentável e robusta no cenário avaliado e o biorreator TA obteve a segunda posição. O biorreator TA foi escolhido como o mais adequado analisando de maneira conjunta os dados experimentais obtidos, a análise dos custos dos diferentes sistemas de cultivo e a escalonabilidade de cada sistema. Assim, esse biorreator foi eficientemente utilizado para o cultivo de MCUs em condições isentas de SFB e xenoantígenos, sendo possível a produção de uma grande quantidade de células, representando um passo importante no desenvolvimento de um bioprocesso em conformidade com as normas das agências regulatórias. Por fim, com a análise do secretoma das CMMs por espectrometria de massas foi possível a identificação de uma gama enorme de proteínas interessantes (aprox. 2400) envolvidas em importantes processos biológicos. O futuro monitoramento dessas proteínas em biorreatores poderá representar um método inovador e original de produção de produtos livres de células para uso na terapia celular. === Mesenchymal stem/stromal cells (MSC) have become of great interest for cell therapy because of its potential to differentiate and reconstitute specialized tissues. More recently, such interest has significantly increased due to the discovery that MSC are capable of secreting a plethora of mediators to stimulate the in situ regeneration of injured tissues. Thus, MSC can be considered as a therapeutic product itself and as a biofactory of various relevant therapeutic proteins. To meet these increasing demands, both applications require the development of high-yield, reproducible, scalable and cost-effective bioprocesses under defined culture conditions, obtaining products with proper identity, purity and safety. Based on these, the main goal of this work was the establishment of a MSC expansion process based on bioreactors and secretome characterization of these cells targeting therapeutic applications. The MSC expansion was performed using multi-layered flasks (ML) and fixed bed (PB), stirred tank (STR) and hollow fiber (HF) bioreactors. The results showed that the proliferation rate of the cells was higher (< doubling time) in the HF bioreactor (36.8 ± 1.7 hours), as well as the expansion fold-increase (9.8±1.0) and harvesting efficiency (100%). A similar level of cell production was observed for STR, ML and PB with high fold-increase (8.8±0.39, 8.7±0.90, 6.9±1.3, respectively). However, in terms of harvesting efficiency (%), PB bioreactor presented the lowest retrieval rate across all the technologies (18% (±0.77)), followed by STR (61% (±15.7)). The cells retained their functional properties after culture in all the culture systems evaluated. This study was then extended through the use of a bioprocess economics tool for the evaluation of the economic feasibility of producing MSC-based treatment for acute graft vs. host disease (aGvHD) at commercial scale, using the culture systems experimentally evaluated under different reimbursement strategies. Despite the advantageous experimental results of HF bioreactors, the COG analysis has revealed that this is the least cost effective cell culture system to be used, due to its high consumable and equipment costs. ML flasks ranked first as the most cost effective and robust technology in this scenario and microcarrier-based technologies (STR) ranked in second position. The STR bioreactor was chosen as the most suitable for MSC expansion analyzing the experimental data, COG analysis and scalability of each culture system. Thus, STR bioreactor was efficiently tested for MSC expansion under serum and xeno-free conditions and it was possible to produce a large amount of cells. The development of a scalable microcarrier-based stirred culture system using xeno-free culture medium that suits the intrinsic features of UCM-derived MSC represents an important step towards a GMP compliant large-scale production platform for these promising cell therapy candidates. Finally, with the MSC secretome analysis by mass spectrometry it was possible to identify a wide range of interesting proteins (approx. 2400) involved in important biological processes. The future monitoring of these proteins in bioreactors may represent a novel and unique method of producing cell-free products for use in cellular therapy.
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